english version wersja do druku
	kwartalnik ISSN 0500-7208 Czasopismo punktowane przez KBN, Index Copernicus oraz w bazie GBL

Wprowadzenie

Patogeneza zakażeń układu moczowego jest złożona. Mają na nią wpływ czynniki biologiczne gospodarza, środowiska oraz właściwości zakażających uropatogenów. Starszy wiek i współistnienie wielu chorób sprzyjają podatności hospitalizowanych pacjentów na zakażenie. Do głównych patogenów powodujących infekcje na oddziałach urologii zalicza się: Escherichia coli (ok. 50%), Enterococcus faecalis, Pseudomonas sp., Proteus mirabilis, Staphylococcus aureus [1].

Zidentyfikowano wiele gatunków należących do rodzaju Enterococcus, ale za większość zakażeń wywoływanych przez te bakterie odpowiadają E. faecalis i E. faecium (odpowiednio za 80÷90% i 5%) [2].

W warunkach naturalnych enterokoki kolonizują dolny odcinek przewodu pokarmowego, jamę ustną i drogi płciowe ludzi. Najczęstszymi zakażeniami o etiologii Enterococcus sp. są zakażenia układu moczowego (zum). Drobnoustroje te mogą wywoływać przewlekłe lub nawrotowe zum, szczególnie u osób z nieprawidłowościami budowy narządów i po cewnikowaniu [1,3]. Sugeruje się, że E. faecalis może nasilać objawy na początku zakażenia układu moczowego oraz wzmacniać jego przebieg w zakażeniach z udziałem innych uropatogenów, np. E. coli i P. aeruginosa [4]. Ponadto bakterie te mogą powodować: zakażenia uogólnione powstałe po zabiegach chirurgicznych, w ranach oparzeniowych, infekcje przy zabiegach diagnostycznych lub leczniczych w obrębie układu moczowego, zapalenia wsierdzia, zapalenia opon mózgowo-rdzeniowych, zakażenia uogólnione u noworodków i niemowląt, zakażenia w obrębie jamy brzusznej (zapalenie pęcherzyka i dróg żółciowych), posocznice, owrzodzenia podudzi, odleżyny [5]. Pojawianie się szczepów enterokoków opornych na wiele czynników antybakteryjnych przyśpieszyło konieczność opracowania nowych strategii w leczeniu zakażeń tymi bakteriami.

Czynniki wirulencji Enterococcus sp.

Czynnikami wirulencji określa się składniki komórek bakteryjnych lub związki przez nie wydzielane, które ułatwiają bakteriom kolonizację gospodarza [1]. W przypadku enterokoków w patogenezie zum biorą udział: białka Esp, Ace oraz substancja agregująca (ang. aggregation substance, AS) [6,7].

Wykazano, że białko powierzchniowe Esp ułatwiało przyleganie drobnoustrojów do nabłonka układu moczowego, zwiększało ich wirulencję i (poprzez uczestniczenie w syntezie biofilmu bakteryjnego) umożliwiało unikanie odpowiedzi immunologicznej gospodarza [6,8]. Kolejny z czynników, substancja agregująca, również nasilała przyleganie enterokoków do komórek kanalików nerek oraz internalizację bakterii przez komórki nabłonka jelita [9]. Stwierdzono, że szczepy Enterococcus sp. izolowane z zakażeń przewodu moczowego wydajnie przylegały do komórek T24 ludzkiego raka pęcherza i do ludzkich komórek nabłonka pęcherza, fibronektyny, lamininy i kolagenu. Proces ten był pośredniczony przez Ace, składnik powierzchni komórki bakterii [10]. Do czynników chorobotwórczości enterokoków zalicza się ponadto: hialuronidazę (enzym powierzchniowy rozkładający mukopolisacharydy tkanki łącznej i chrzęstnej, mogący brać udział w rozprzestrzenianiu bakterii), antygen endocarditis (EfaA) E. faecalis, żelatynazę (degradującą kolagen i lamininy) i pozakomórkowe nadtlenki [5,6].

Środowisko szpitalne a zakażenia

Sugeruje się, że środowisko szpitalne może mieć duży udział w transmisji zakażeń powodowanych przez bakterie z rodzaju Enterococcus. Dane epidemiologiczne wykazały, że do rozprzestrzeniania bakterii między pacjentami dochodziło przez zanieczyszczone ręce, fartuchy pracowników służby zdrowia, powierzchnie urządzeń medycznych [11]. Zdolność do przeżywania w suchym środowisku, na powszechnie używanych w szpitalach tkaninach i substancjach plastikowych (od 11 do ponad 90 dni), ułatwia enterokokom szerzenie się w środowisku szpitalnym. Stwierdzono, że gatunkiem najodporniejszym na złe warunki był E. faecium [12].

Do czynników ryzyka sprzyjających szpitalnym zakażeniom wankomycynoopornymi enterokokami (vancomycin resistant enterococci, VRE) zalicza się wcześniejsze leczenie antybiotykami, długą hospitalizację, przebycie ciężkich chorób (w tym nerek) odżywianie pozajelitowe, przebywanie na specjalistycznych oddziałach szpitala. Do zakażeń tymi drobnoustrojami dochodziło często na oddziałach nefrologii, ponieważ pacjenci byli stale osłabieni, wielokrotnie przyjmowani do szpitala i leczeni wankomycyną ze względu na zakażenia o etiologii Staphylococcus sp. [13]. Czynnikami selekcjonującymi VRE okazało się również stosowanie cefalosporyn i leczenie zakażeń powodowanych przez bakterie beztlenowe [14]. Rezerwuar szczepów wankomycynoopornych stanowili zarówno skolonizowani przez te bakterie pacjenci, jak i pracownicy służby zdrowia (kolonizacja obejmowała głównie układ pokarmowy i skórę). Przeprowadzane dotychczas próby eradykacji tych opornych drobnoustrojów z zastosowaniem doustnie podawanej bacytracyny z doksycycliną lub ramoplaniny okazywały się nieskuteczne [13].

Patogeneza zakażeń

Przebieg chorób zakaźnych zależy od czynników, które nasilają kontakt między patogenem a wrażliwym gospodarzem. W układzie moczowym są to: osłabione mechanizmy obronne gospodarza w cewce moczowej, pęcherzu (środowisko wewnętrzne), czynniki wirulencji drobnoustrojów i stosowanie cewników moczowych (środowisko zewnętrzne) [3].

Bakterie z rodzaju Enterococcus mogą kolonizować drogi moczowe, powodując bezobjawową bakteriurię (w 40% przypadków) bądź zakażenia o charakterze przewlekłym, nawracającym, zwłaszcza u chorych hospitalizowanych [15,16]. Obecnie spośród ziarniaków Gram-dodatnich największe znaczenie w etiologii zum mają właśnie enterokoki (do 25% zakażeń), a odsetek infekcji przez nie powodowanych zwiększa się, głównie pod wpływem nadużywania cefalosporyn, na które te bakterie są naturalnie oporne [17]. Coraz częściej izoluje się te bakterie z przypadków zakażeń wieloma drobnoustrojami (z 14,6% przypadków). Stwierdzono, że w grupie pacjentów z infekcjami mieszanymi dominowało zakażenie o etiologii E. coli + E. faecalis (20,1%) [15].

U chorych przewlekle cewnikowanych ryzyko zakażenia zwiększało się wraz z czasem utrzymywania cewnika [18]. Pacjenci, którzy cierpieli na epizody pooperacyjnego zum mieli dłużej utrzymywane cewniki od nieprzechodzących zakażenia (odpowiednio 11,1 i 9,5 dnia). Jak stwierdzono, usuwanie cewnika po 8,2 dnia wiązało się z występowaniem zum w 74% przypadków, natomiast po 36 godzinach tylko w 8% przypadków [19]. Wykazano także, że enterokoki hodowane z moczu po założeniu cewnika i z cewnika były bardziej oporne na antybiotyki niż izolowane wcześniej [20]. Podobnie większą oporność na stosowane leki wykazywały drobnoustroje namnażające się w obrębie biofilmu w porównaniu do drobnoustrojów wolno żyjących [21,22].

Zakażenia układu moczowego są powszechne u pacjentów po przeszczepach nerek. Stwierdzono, że u 26% biorców przeszczepów w czasie czterech lat po operacji wystąpił przynajmniej jeden przypadek zum, a 63% biorców przechodziło zum w pierwszym roku po operacji. Najczęstszymi patogenami izolowanymi z moczu w tych przypadkach były: Escherichia sp. (29%), Enterococcus sp. (24%), Staphylococcus (12%) sp. i Klebsiella sp. (10%) [23]. Badanie histologiczne tkanek pęcherza i nerek na modelu mysim wykazało, że E. faecalis wywoływał odpowiedź zapalną tylko w nerkach. Odpowiedź ta była TLR2 niezależna i nie wzbudzała wydzielania markerów zapalenia typowo związanych z uropatogennymi E. coli [24].

Lekooporność bakterii Enterococcus sp.

Występowanie enterokoków jako patogenów w zakażeniach szpitalnych może być po części wyjaśnione ich wrodzoną opornością na niektóre grupy antybiotyków (m.in. penicyliny, cefalosporyny, aminoglikozydy, często na makrolidy, linkozamidy, fluorochinolony) oraz naturalną umiejętnością pozyskiwania i wymieniania fragmentów DNA kodujących oporność na antybiotyki [13,25]. Wrodzona oporność na antybiotyki aminoglikozydowe (spowodowana niewielką przepuszczalnością błon komórkowych) występuje na niskim poziomie. Natomiast za wysoki poziom oporności na aminoglikozydy (high level aminoglicosides resistance, HLAR) odpowiada enzymatyczna modyfikacja rybosomów i rozprzestrzenianie się plazmidów zawierających geny oporności. Występowanie HLAR wśród enterokoków stwierdzono w 72,6% badanych przypadków [26].

Oporność na wankomycynę występuje w kilku fenotypach: vanA, vanB, vanC- vanG. Bakterie E. casseliflavus, E. flavescens, E. gallinarum charakteryzuje wrodzona oporność typu VanC na wankomycynę i wrażliwość na teikoplaninę. U innych gatunków oporność była wzbudzana w wyniku niewłaściwego stosowania glikopeptydów (wankomycyny, teikoplaniny, avoparcyny, ristocetiny) lub czynników nieglikopeptydowych (bacytracyny, polimyksyny B, robenidyny) [27]. Oporność na linezolid, lek należący do oksazolidynonów, pojawiała się dotąd stosunkowo rzadko i była wynikiem mutacji w 23S rRNA [28].

Zawsze, gdy enterokoki nabywają oporności na wankomycynę, zachodzi obawa przeniesienia jej do S. aureus. Pierwszy izolat wankomycynoopornego S. aureus (VRSA) niosący gen vanA uzyskano z części zewnętrznej cewnika od pacjenta z cukrzycą i chroniczną niewydolnością nerek (w 2002 roku w USA). Oprócz VRSA wyizolowano wówczas wankomycynoopornego E. faecalis. Sekwencje DNA ich genów vanA okazały się identyczne, co stanowiło dowód na transfer oporności między tymi drobnoustrojami [13,29]. Stwierdzono, że za wywoływanie szpitalnych wybuchów zakażeń była odpowiedzialna głównie specyficzna subgrupa wankomycynopornych E. faecium, które łatwo charakteryzowano przez kooporność na ampicylinę i obecność wariantu genu esp [30].

Leczenie

Wybór antybiotyku powinien opierać się na prawidłowym rozpoznaniu zum, ustaleniu czynnika etiologicznego i określeniu jego wrażliwości na antybiotyki [31,32]. Wykonywanie badań bakteriologicznych nie jest konieczne przy niepowikłanym zapaleniu pęcherza, natomiast jest niezbędne przy podejrzeniu zakażenia nerek, przy nieskutecznym leczeniu, nawrotach choroby, powikłaniach septycznych i w sytuacjach wymagających wyboru leku o dużej skuteczności i małej toksyczności, u ciężarnych kobiet, dzieci, chorych z niewydolnością nerek [33]. Posiew należy wykonać także zawsze, gdy zachodzi podejrzenie o zakażenie szpitalne.

Enterokoki zwykle nie wykazują dużej wirulencji w układzie moczowym, obecność części z nich zanika bez leczenia, zwykle po usunięciu cewnika lub przywróceniu prawidłowego przepływu moczu (w 60% przypadków). Leczenie przeciwbakteryjne trzeba rozpocząć, gdy pacjent ma objawy zakażenia lub konieczne jest przeprowadzenie zabiegu urologicznego. Niekontrolowane podawanie antybiotyków sprzyjało powstaniu szczepów wielolekoopornych Enterococcus sp. i utrzymywaniu się ich w środowisku, dlatego też istotne jest wykonywanie antybiogramu przed wdrożeniem terapii [34]. Pozwala to na uzyskanie informacji niezbędnych przy leczeniu infekcji także u innych chorych, umożliwia śledzenie epidemiologii zakażeń i narastanie oporności.

Ze względu na niewrażliwość enterokoków na wiele powszechnie stosowanych preparatów, możliwości terapeutyczne są znacznie ograniczone. Jednym z leków podawanych w przypadku zakażeń o etiologii Enterococcus sp. jest ciprofloksacyna. Wobec tych drobnoustrojów wykazuje działanie bakteriostatyczne, a w połączeniu z ampicyliną lub gentamycyną bakteriobójcze in vitro. Niestety coraz częściej izoluje się szczepy tych bakterii oporne na cefalosporyny [35]. Nowsze chinolony, np. moxifloksacyna, clinafloksacyna i sparfloksacyna, mają większą aktywność niż ciprofloksacyna, co może okazać się istotne w przypadku leczenia zakażeń VRE [13]. Aminoglikozydy, używane w leczeniu ciężkich infekcji szpitalnych (wyłącznie w iniekcyjnej formie leku) charakteryzuje szybkie działanie bakteriobójcze i efekt synergii z antybiotykami a-laktamowymi. Wśród enterokoków notuje się jednakże wysoki odsetek występowania oporności na aminoglikozydy, w tym wysokie stężenia streptomycyny i gentamycyny, co ogranicza możliwość ich zastosowania [17,26]. W przypadku leku z grupy nitrofuranów, nitofurantoiny (dobrze tolerowanej i osiągającej wysokie stężenie w moczu), nie obserwowano oporności o znaczeniu klinicznym [36]. Natomiast skuteczność nitrofuratelu, podawanego w leczeniu ostrych zakażeń dolnych dróg moczowych wywołanych przez enterokoki, szacuje się na 62-93% [37]. Bakterie te wykazywały niewielki stopień oporności na trimetoprim/sulfametoksazol (TMP/SMX) (14,3%) oraz fosfomycynę (trometamol fosfomycyny) [34,37].

Wankomycyna pozostaje nadal lekiem ostatniego rzutu w przypadku leczenia zakażeń bakteriami Enterococcus sp. Należy ją stosować z rozwagą, co może pozwolić na unikanie powstawania kolejnych przypadków oporności. Wykazano, że nieracjonalne używanie wankomycyny u pacjentów ambulatoryjnych poddawanych dializom miało znaczący wpływ na pojawianie się szczepów VRE [38]. Przy braku kontroli takie szczepy mogą powodować następnie wybuchy zakażeń szpitalnych, których negatywnymi skutkami jest wzrost śmiertelności w szpitalach, wydłużenie pobytu i wyższe koszty opieki.

W odpowiedzi na pojawianie się wankomycynoopornych szczepów enterokoków zaczęto używać nowsze leki: streptograminy i linezolid. Niestety streptograminy (quinopristina-dalfopristyna, Q-D) są skuteczne tylko wobec E. faecium (w tym szczepów wankomycynoopornych), a stopień oporności na ten lek wśród E. faecium jest dosyć wysoki (do 22%) [39]. Linezolid okazał się efektywnym lekiem w terapii zakażeń o etiologii Enterococcus sp. Zaleca się jednak ograniczanie jego podawania do ciężkich zakażeń, w których dotychczas stosowana terapia okazała się nieskuteczna, ponieważ zaburza on prawidłowe funkcjonowanie szpiku. Rzadko, bo z częstością 2,9% u E. faecalis i odpowiednio 2,3% u E. faecium notowano pojawianie się szczepów opornych, szczególnie u pacjentów poddawanych przedłużonej terapii [40].

Ze względu na występowanie oporności na czynniki takie jak quinopristyna-dalfopristyna i linezolid, które miały stanowić leki ostatniego rzutu wobec wankomycynoopornych szczepów Enterococcus sp., nadal poszukuje się nowych środków do leczenia zakażeń wywołanych przez te bakterie. Jednym z obiecujących leków jest telitromycyna (ketolid), która wobec większości szczepów E. faecium i E. faecalis wykazywała efekt bakteriostatyczny. Niestety, chociaż charakteryzowała się dosyć wysoką aktywnością, to już zanotowano przypadki powstawania szczepów opornych (aż do 36%). Nie obserwowano efektu współdziałania ani interferencji leków, podczas gdy telitromycynę stosowano wraz z ampicyliną, wankomycyną czy gentamycyną [41].

Kolejny antybiotyk ? dalbawancyna (lipoglikopeptyd znajdujący się w fazie badań klinicznych) ? działał in vitro bakteriobójczo przeciwko S. aureus i Enterococcus sp. Stwierdzono jednak, że nie jest ona skuteczna wobec wankomycynoopornych Enterococcus sp. o fenotypie vanA. Mimo to może stać się istotnym czynnikiem w leczeniu zakażeń powodowanych przez większość enterokoków, dzięki swojej aktywności oraz dobrej tolerancji u pacjentów [42]. Niestety, w warunkach laboratoryjnych dosyć łatwo uzyskiwano oporność na dalbawancynę u wankomycynoopornych enterokoków i S. aureus, zatem i w przypadku tego leku niezbędne będzie stosowanie racjonalnej antybiotykoterapii w celu uniknięcia powstawania oporności in vivo.

W trakcie badań klinicznych są również daptomycyna (lipopeptyd) i tigecyklina (glicylcyklina, GAR-936). Wykazano, że daptomycyna, posiadająca zdolność do penetracji i uszkadzania błony komórkowej drobnoustrojów, miała dwukrotnie większą aktywność wobec E. faecalis niż E. faecium. W badaniach na modelu mysim stwierdzono 99% skuteczności daptomycyny w redukcji szerzenia się E. faecalis i E. faecium w zainfekowanych nerkach [43,44]. Następny antybiotyk, tigecyklina była efektywna wobec Gram-dodatnich ziarniaków, w tym metycylinoopornych S. aureus oraz bakterii Enterococcus sp. Wzmożenie aktywności bakteriobójczej uzyskiwano przez użycie jej wraz z gentamycyną [45].

Podsumowując, bakterie Enterococcus sp. mogą stanowić poważne zagrożenie na oddziałach urologii, szczególnie jeśli są oporne na wiele stosowanych leków. Niezwykle istotne jest właściwe postępowanie w szpitalach, mające na celu stwierdzenie ewentualnej kolonizacji pacjenta szczepami opornymi, w tym VRE, uniemożliwienie transmisji tych szczepów oraz stosowanie dostępnych leków dopiero po wykonaniu antybiogramu, by zapobiec rozwojowi oporności na stosowane antybiotyki. Nie mniej ważne wydaje się ciągłe poszerzanie wiedzy na temat zakażeń szpitalnych wśród personelu medycznego. Pacjenci skolonizowani szczepami opornymi powinni być oznaczani w systemie informatycznym szpitala, co umożliwiłoby przeciwdziałanie nie tylko wybuchom szpitalnych zakażeń VRE, ale również przenoszeniu genów oporności na inne niebezpieczne patogeny.

1. Moore KN, Day RA, Albers M: Pathogenesis of urinary tract infections: a review. J Clin Nursing 2002, 11, 568-574.
2. Gordon S, Swenson JM, Hill BC et al: Antimicrobial susceptibility patterns of common and unsual species of enterococci causing infections in the United States. J Clin Microbiol 1992, 30, 2373-2378.
3. Uehling DT, Hahnfeld LE, Scanlan KA: Urinary tract abnormalities in children bacterial nephritis. BJU Int 2000, 85, 885-888.
4. Tsuchimori N, Hayashi R, Shino A et al: Enterococcus faecalis aggravates pyelonephritis caused by Pseudomonas. aeruginosa in experimental ascending mixed urinary tract infection in mice. Infect Immun 1994, 62, 4534-4541.
5. Jett B, Huycke MM, Gilmore MS: Virulence of enterococci. Clin Microbiol Rev 1994, 7, 462-478.
6. Shankar N, Lockatell V, Baghdayan AS et al: Role of Enterococcus faecalis surface protein Esp in the pathogenesis of ascending urinary tract infection. Infect Immun 2001, 69, 4366-4372.
7. Vankerckhoven V, Van Autgaerden T, Vael C et al: Development of a Multiplex PCR for the Detection of asa1, gelE, cylA, esp, and hyl Genes in Enterococci and Survey for Virulence Determinants among European Hospital Isolates of Enterococcus faecium. J Clin Microbiol 2004, 42, 4473-4479.
8. Joyanes P, Pascual A, Martinez-Martinez L et al: In vitro adherence of Enterococcus faecalis and Enterococcus faecium to plastic biomaterials. Clin Microbiol Infect 1999, 5, 382-386.
9. Kreft B, Marre R, Schramm U, Wirth R: Aggregation substance of Enterococcus faecalis mediates adhesion to cultured renal tubular cells. Infect Immun 1992, 60, 25-30.
10. Tomita H, Ike Y: Tissue-specific adherent Enterococcus faecalis strains that show highly efficient adhesion to Human Bladder Carcinoma T24 cells also adhere to extracellular matrix proteins. Infect Immun 2004, 72, 5877-5885.
11. Looke D: Vancomycin-resistant enterococci. Nephrology 2002, 7, S67-S68.
12. Neely AN, Maley MP: Survival of enterococci and staphylococci on hospital fabrics and plastic. J Clin Microbiol 2000, 38, 724-726.
13. Mascini EM, Bonten MJM: Vancomycin-resistant enterococci: consequences for therapy and infection control. Clin Microbiol Infect 2005, 11 (Suppl. 4), 43-56.
14. Donskey CJ, Chowdhry TK, Hecker MT et al: Effect of antibiotic therapy on the density of vancomycin-resistant enterococci in the stool of colonized patients. N Engl J Med 2000, 343, 1925-1932.
15. Rokosz A, Sawicka-Grzelak A, Serafin I, Łuczak M: Szpitalne i pozaszpitalne mieszane zakażenia układu moczowego. Przegl Urolog 2003, 6, 34-39.
16. Schlager TA, Hendley JO, Wilson RA et al: Correlation of periuretheral bacterial flora with bacteriuria and urinary tract infection in children with neurogenic bladder receiving intermittent catheterization. J Infect Dis 1999, 28, 346-350.
17. Zhanel GG, Laing NM, Nichol KA et al: Antibiotic activity against urinary tract infection (UTI) isolates of vancomycin-resistant enterococci (VRE): results from the 2002 North American Vancomycin Resistant Enterococci Susceptibility Study (NAVRESS). J Antimicrob Chemother 2003, 52, 382-388.
18. Giedrys-Kalemba S, Jursa J, Mączyńska I: Zakażenia dróg moczowych na oddziałach urologicznych. Przegl Urolog 2003, 2, 42-48.
19. Maraha B, Bonten H, van Hooff H et al: Infectious complications and antibiotic use in renal transplant recipients during a 1-year follow-up. Clin Microbiol Infect 2001, 7, 619-625.
20. Kehinde EO, Rotimi VO, Al. -Hayan A et al: Bacteriology of urinary tract infection associated with indwelling J ureteral stents. J Endourol 2004, 18, 891-896.
21. Bouza E, San Juan R, Mun˜oz P et al: A European perspective on nosocomial urinary tract infections I. Report on the microbiology workload, etiology and antimicrobial susceptibility (ESGNI_003 study). Clin Microbiol Infect 2001, 7, 523-531.
22. Naber KG: Racjonalne stosowanie antybiotyków w leczeniu szpitalnych zakażeń układu moczowego. Zakażenia 2003, 4, 29-30.
23. Chuang P, Parikh CR, Langone A: Urinary tract infections after renal transplantation: a retrospective review at two US transplant centers. Clin Transplant 2005, 19, 230-235.
24. Kau AL, Martin SM, Lyon W et al: Enterococcus faecalis tropism for the kidneys in the urinary tract of C57BL/6J mice. Infect Immun 2005, 73, 2461-2468.
25. Min YH, Leong JH, Choi YJ et al: Heterogenity of macrolide, lincosamide-streptogramin resistance phenotypes in enterococci. Antimicrob Agents Chemother 2003, 47, 3415-3420.
26. Serafin I, Rokosz A, Sawicka-Grzelak A, Łuczak M: Identyfikacja i lekowrażliwość uropatogennych bakterii Gram (+). Przegl Urolog 2004, 5, 10-14.
27. Cetinkaya Y, Falk P, Mayhall CG: Vancomycin-resistant enterococci. Clin Microb Rev 2000, 13, 686-707.
28. Michalska K, Tyski S: Charakterystyka oksazolidynonów. Mikrobiol Med 2004, 38, 19-23.
29. Chang S, Sievert DM, Hageman JC et al: Infection with vancomycin-resistant Staphylococcus aureus containing the vanA gene. N Engl J Med 2003, 348, 1342-1347.
30. Willems RJL, Homan W, Top J et al: Variant esp gene as a marker of a distinct genetic lineage of vancomycin resistant Enterococcus faecium spreading in hospitals. Lancet 2001, 357, 853-855.
31. Jursa J, Giedrys-Kalemba S: Skuteczność antybiotykoterapii w zakażeniach dróg moczowych na oddziałach urologicznych ? wybrane aspekty. Zakażenia 2004, 2, 39-45.
32. Segreti J: Efficacy of current agents used in the treatment of Gram-positive infections and the consequences of resistance. Clin Microbiol Infect 2005, 11, Suppl. 3, 29-35.
33. Mészáros J, Rokosz A: Chemioterapia zakażeń układu moczowego. Przegl Urol 2001, 2, 18-20.
34. Naber KG: Racjonalne stosowanie antybiotyków w leczeniu szpitalnych zakażeń układu moczowego. Zakażenia 2003, 8, 29-30.
35. Mehr SS, Powell CVE, Curtis N: Cephalosporin resistant urinary tract infections in young children. J Paediatr Child Health 2004, 40, 48-52.
36. Zhanel GG, Karlovsky JA, Harding GKM et al: A Canadian national surveillance study of urinary tract isolates from outpatients: Comparison of the actievities of trimetoprim-sulfametoxazole, ampicilin, mecillinam, nitrofurantoin and ciprofloxacin. Antimicrob Agents Chemother 2000, 44, 1089-1092.
37. Kamińska W: Zakażenie układu moczowego u kobiet. Zakażenia 2004, 5, 24-31.
38. Atta MG, Eustace JA, Song X et al: Outpatient vancomycin use and vancomycin-resistant enterococcal colonisation in maintenance dialysis patients. Kidney Int 2001, 59, 718-724.
39. Vergis EN, Hayden MK, Chow JW et al: Determinants of vancomycin resistance and mortality rates in enterococcal bacteremia. Ann Intern Med 2001, 135, 484-492.
40. Brauers J, Kresken M, Hafner D, Shah PM: Surveillance of linezolid resistance in Germany, 2001-2002. Clin Microbiol Infect 2005, 11, 39-46.
41. Chang S, Sievert DM, Hageman JC et al: Inhibitory and bactericidal effects of telithromycin (HMR 3647, RU 56647) and five comparative antibiotics, used singly and in combination, against vancomycin-resistant and vancomycin-susceptible enterococci. Chemotherapy 2001, 47, 250-60.
42. Gales AC, Sader HS, Jones RN: Antimicrobial activity of dalbavancin tested against Gram-positive clinical isolates from Latin American medical centres. Clin Microbiol Infect 2005, 11, 95-100.
43. Cha R, Grucz Jr RG, Rybak MJ: Daptomycin dose-effect relationship against resistant Gram-positive organisms. Antimicrob Agents Chemother 2003, 47, 1598-1603.
44. Alder J, Li T, Yu D et al: Analysis of Daptomycin Efficacy and Breakpoint Standards in a Murine Model of Enterococcus faecalis and Enterococcus faecium Renal Infection. Antimicrob Agents Chemoth 2003, 47, 3561-3566.
45. Mercier RC, Kennedy C, Meadows C: Antimicrobial activity of tigecycline (GAR-936) against Enterococcus faecium and Staphylococcus aureus used alone and in combination. Pharmacotherapy 2002, 22, 1517-23.

Monika Eliza Strycharczyk
Zakład Mikrobiologii Lekarskiej i Sanitarnej
plac Hallera 1
90-647 Łódź
tel. 042 633 84 66
strycharczykm@poczta.onet.pl